拟南芥F-box蛋白FOF2调节ABA介导的种子萌发和耐旱性外文翻译资料

 2023-01-07 15:47:08

拟南芥F-box蛋白FOF2调节ABA介导的种子萌发和耐旱性

Lina Qua，Mengsi Suna，Xinmei Lia，Reqing Hea，Ming Zhonga，Dan Luoa，Xuanming Liua,c，Xiaoying Zhaoa,b

a College of Biology, Hunan Province Key Laboratory of Plant Functional Genomics and Developmental Regulation, Hunan University, Changsha, 410082, China

b Shenzhen Institute, Hunan University, Shenzhen, 518057, China

c State Key Laboratory of Chemo/Biosensing and Chemometrics, Hunan University, Changsha, 410082, China

摘要：植物激素脱落酸(ABA)在包括种子萌发和幼苗发育在内的各种植物发育阶段起着至关重要的作用，并对干旱反应调节气孔孔径。然而，其基本机制没有得到很好的理解。在此，我们发现F-BOX OF FLOWING 2(FOF2)是由ABA和干旱胁迫诱导引起的。在种子萌发和早期幼苗发育过程中，FOF2的过度表达导致ABA敏感性降低，而fOf2突变体对ABA的敏感性增加。分子和遗传分析表明，FOF2通过抑制ABA信号基因ABI3和ABI5的表达，部分影响ABA介导的种子萌发和早期幼苗发育。此外，我们发现与fOf2突变体相比，FOF2过表达植株在气孔关闭过程中表现出增加ABA含量、ABA敏感性增强和水分损失减少，从而提高了对干旱胁迫的耐受性。与呈现较高的ABA含量和增强的耐旱性趋势相符合，ABA和干旱诱导基因的表达和ABA-生物合成基因NCED3 在FOF2过表达植株中上调，但在fOf2突变体中下调。综上所述，我们的发现表明FOF2在ABA介导的种子萌发和早期幼苗发育中起着重要的负面作用，在ABA介导的耐旱性中也起着积极的作用。

关键词：F0F2；脱落酸；脱落酸不敏感；耐旱性；NCED3

1、导言

植物激素脱落酸(ABA)调节植物的许多重要生长发育过程，如种子萌发，幼苗生长，气孔孔径的变化，以及对各种生物和非生物环境刺激的适应性反应[1]。ABA通过种子或保卫细胞中复杂的信号网络发挥作用，这些网络的几个组成部分已在拟南芥中被鉴定[2,3]。ABA与ABA受体(RCAR)型受体的Pyrabactin抗性(PYR)/-调节成分结合，然后与蛋白磷酸酶2Cs(PP2Cs)相互作用，促进三聚PYR/PYR-Like/RCAR-ABA-PP2C复合物的形成。这种结合释放了PP2Cs对SNFl相关蛋白激酶2(SnRK2)激酶的抑制作用[4,5]。活化的SnRK2S可以靶向和磷酸化碱性亮氨酸拉链转录因子，如ABI5和ABA反应的元素结合因子(ABFS)[3,6]。在幼苗期，ABI5、ABI3(B3型转录因子)和ABI4(PETALA2结构域转录因子)在ABA信号传导中起作用，介导ABA诱导的抑制种子萌发和幼苗初始生长[2,7,8]。在种子萌发和幼苗生长阶段，ABF3-和ABF4/ABA反应元件结合蛋白(AREB)2-高表达植物对ABA过敏，当ABF2/AREB1被磷酸化时，即使在无胁迫条件下，萌发和幼苗生长也受到抑制[6,9]。此外，ABF/AREBs(ABF1、ABF2/AREB1、ABF3和ABF4/AREB2)通过介导ABA共同受体基因如ABI1和ABI2的快速ABA诱导，通过直接与它们的启动子结合，在ABA信号的反馈调节中起作用[2,10]。

干旱胁迫由于全球气候变化，相应的灌溉水可利用率下降，已成为越来越重要的非生物环境胁迫因素[3,11]。干旱胁迫极大地限制了植物的生长发育，制约了作物的生产[11]。在干旱胁迫下，ABA通过调节气孔孔径、通道活性和ABA反应基因的表达，迅速积累并激活胁迫反应[12,13]。因此，当植物受到干旱胁迫时，ABA水平的调节对于维持胁迫反应和生长过程之间的平衡至关重要。内源性ABA水平通过合成、分解代谢和转运来控制[1]。ABA是在质体和细胞质中合成的，来源于植物色素玉米黄质[13]。解离酶顺式环氧类双加氧酶 (NCED)最初是从玉米胎生14突变体中鉴定出来的，参与ABA的合成[14,15]。在拟南芥中，NCED3在干旱胁迫诱导的ABA生物合成中起着关键作用，转录本被证明是由干旱胁迫诱导的[15,16]。在干旱胁迫下，T-DNA插入突变体NCED3似乎对干旱胁迫过敏，突变体ABA合成受损[15]。至少有两条途径，包括ABA分解代谢的氧化途径和葡萄糖结合，以调节细胞ABA含量[16]。在氧化途径中，CYP707A催化ABAClsquo;8 羟化生成相酸[17]。在拟南芥中可以发现CYP707A的四种亚型：CYP707A1、CYP707A2、CYP707A3和CYP707A4[18]。其中CYP707A1在高湿条件下调节气孔孔径[19]，CYP707A2在种子休眠和萌发中起着重要作用[20]，而CYP707A3在植物对干旱胁迫的反应中起着重要作用，CYP707A3突变株在脱水条件下产生大量胁迫诱导的ABA[21]。相比之下，ABA或干旱对CYP707A4表达无明显诱导[18]。此外，各种转录因子如ABF1、ABF2/AREB1、ABF3和ABF4/AREB2在ABA信号介导的干旱胁迫反应中起作用[22,23]。活化的SnRK2s磷酸化ABF/AREB，ABF/AREBs直接与RD29A和RD29B等应激反应基因的启动子结合，以刺激其响应干旱胁迫的转录活性[23-25]。

通过泛素-蛋白酶体途径降解蛋白质是植物发育和对各种环境因素反应的重要生物调控系统[26,27]。泛素在靶蛋白底物上的附着涉及三种酶的顺序作用：泛素激活酶E1、泛素结合酶E2和E3泛素连接酶[28]。这一过程的特异性很大程度上取决于E3泛素连接酶与其靶蛋白的相互作用[28,29]。E3泛素连接酶由一个庞大而多样的蛋白质和蛋白质复合物组成，每个复合物都含有一个HECT、RING或U盒结构域。环域E3s可进一步分为单子单元RING/U-boxE3s和多子单元RINGE3s，其中包括Skp-Cullin-F-box(SCF)、CUL3-BTB(宽复合物、TramTrack和Bric-a-Brac)和后期促进复合物(APC)[26,28]。泛素化是ABA信号转导的重要调控机制。例如，更多的AXILLARY增长2(MAX2)，一种F-box蛋白，是SCFE3泛素连接酶的一个亚基，在植物对非生物胁迫的反应中起着关键作用。结果表明，max2突变体表现出ABA、渗透胁迫和干旱敏感表型[30]。F-box蛋白DROUGHT TOLERANCE Repressor1(DOR)抑制ABA诱导的气孔关闭，并调节ABA信号通路内的干旱反应[31]。在ABA和干旱反应中，RING型E3泛素连接酶RINGZINC-FINGER PROTEIN34(RZFP34)被正激活，其E3泛素连接酶活性受SnRK2.6介导的蛋白质磷酸化调节[32]。两个U-box E3连接酶PUB12和PUB13调节和降解ABI1，从而增加ABA的响应[33]。环型泛素E3连接酶RGLG1/5与PP2CA相互作用，介导其降解抑制ABA信号[34,35]。最近，MATH-BTBBPM3和BPM5，Cullin3RINGE3泛素连接酶的底物适配器，被报道针对PP2CA以及ABI1、ABI2和HAB1进行降解，以调节应激反应和ABA信号[36]。

在本研究中，我们报道了另一种F-box蛋白，F-BOX OF FLOWERING 2(FOF2)，它通过促进FLO WERINGLOCUSC(FLC)的表达来调节开花[37]。它还参与ABA介导的种子萌发、早期幼苗发育和耐旱性。由ABA和干旱胁迫诱导FOF2与fof2突变体相比，FOF2过表达植物在种子萌发和早期幼苗发育过程中对ABA的敏感性降低，而对ABA介导的气孔关闭的敏感性增强，从而减少水分损失，提高耐旱性。分子和遗传分析表明，FOF2通过抑制ABA信号基因ABI3和ABI5的表达，部分负调控ABA介导的种子萌发和早期幼苗发育。此外，生理和分子分析表明，FOF2通过促进ABA生物合成和ABA诱导的基因表达，积极调节ABA介导的抗旱性。

2、材料与方法

2.1. 植物材料和生长条件

在我们以前的研究[37]中，描述了拟南芥（Arabidopsis thaliana）空突变体fof2-1(salk_016168；Col-0)、fof2-2(salk_061523；Col-0)、fol1-1(CS26289；Ler)、fol1-2(CS26467；Ler)、双突变体（CR-fof2fol1-m1和CR-fof2fol1-m2(Col-4)以及mycF2转基因株系FOF2ox1、mycF2ox2和mycF2ox6(Col-4)。前文[38-40]描述的突变体abi3-4(CS24；Col)、abi4-1(CS8104；Col)和abi5-1(CS8105；WS)是从拟南芥生物资源中心(ABRC，www.abrc.osu.edu)获得的)。突变体abi2-1(CS23；Ler)和aba2-1(CS156；Col-0)[41,42]，通过将fof2-1与abi3-4或abi5-1突变体杂交，制备双突变系fof2-1/abi3-4和fof2-1/abi5-1。对abi3-4或abi5-1等位基因进行基因分型[38,40]。所有种子均经表面消毒(用15%(v/v)漂白剂5min)，用无菌水洗涤5次，然后在1/2MS固体培养基(1/2MS盐、1%Suc和0.8%琼脂)上培养，在4◦C下孵育72h。然后在连续白光条件下(24h光周期)在23◦C的光照培养箱中生长植物，或在长日条件下(16h光/8h暗)在土壤中生长)。

2.2. 种子萌发和子叶绿化试验

不同基因型植株在相同条件下生长，同时采集种子。在含有1/2MS固体培养基(1/2MS盐、1%Suc和0.8%琼脂)的同一平板上播种不同浓度的ABA。平板在黑暗中4℃冷却72h进行分层，并以连续白光转移到23℃。胚根通过种皮萌发明显。子叶绿化是指种子萌发并产生绿色子叶。在试验期间，在指定的时间对发芽率和子叶绿化率进行了评价。每个实验至少重复三次。

2.3.气孔运动试验

胃动力学的评估，如前面所描述的[32,43]。在气孔开放溶液(10mMKCl，100mu;M CaCl2和10mMMMES，pH6.1)中，用4周龄的玫瑰花叶在黑暗中孵育30min，然后暴露于光下2h。随后，溶液中含有0、1和10mu;M ABA用于气孔关闭反应分析。在ABA处理2h后，将透明胶带涂在叶片的腹侧部分，剥离表皮层。轻轻刮去叶肉细胞后，表皮层被安装在玻璃玻片上[32]。用共聚焦显微镜(NikonA1)观察和拍摄背面的气孔)。用ImageJ软件测量了50多个气孔孔，并计算了宽长比。

2.4. 干旱表型分析和水分损失测量

2.4.1. 干旱胁迫试验

不同基因型的植物在土壤中生长，在长日条件下(16h光/8h暗)在23℃下生长三周，并通过停止浇水10-14天[43,44]。在实验中，用装有350克土壤（黑土/蛭石的1：2）的塑料杯在长日条件下种植至少20株植物。当观察到明显的萎蔫差异时，植物被重新浇水。存活的植物在重新浇水五天后被计数。每个实验至少重复三次。

2.4.2.失水试验

四周龄植物的罗塞特叶被分离并立即称重。然后将叶片放置在干燥的滤纸上，转移到一个腔室(在23℃，湿度为40%，连续白光)，并在指示时间称重。根据分离叶片的初始重量计算新鲜重量的损失。实验至少重复三次。

2.5.胁迫处理和ABA含量分析

2.5.1.ABA处理

对于种子：种子播种在1/2MS固体板上，用0（乙醇单独）或5mu;M ABA在连续白光下吸收指示时间，并取样进行RNA分析[45]。

对于幼苗：在连续白光下在1/2MS固体板上生

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