茶多酚对煮沸蛋清的凝胶特性、微观结构和二级结构的影响外文翻译资料

 2023-03-28 17:01:35

茶多酚对煮沸蛋清的凝胶特性、微观结构和二级结构的影响

Xue H , Xu M , Zhang G , et al.

摘要：本研究旨在探讨与茶多酚（TP）共煮对煮沸蛋清凝胶（BEWG）性质的影响机理。结果表明，在炖制过程中，可溶性蛋白质和硬度总体呈上升趋势，而表面疏水性呈下降趋势，同时伴随着蓝移。游离巯基表明TP能促进二硫键的形成和固定化水在T2的位置呈下降趋势。扫描电镜及SDS-PAGE显示，蛋白质凝胶聚集度增加。此外傅立叶变换红外光谱显示蛋白质极性增加，alpha;-螺旋，beta;-转角，分子内beta;-折叠，以及分子间beta;-折叠呈上升趋势。总的来说，TP通过促进二硫键和氢键的形成，增强了蛋白质聚集，从而提高了BEWG的凝胶强度。

实际应用：TP是一种理想、廉价、安全的天然食品添加剂，由于添加TP可显著提高蛋清的凝胶强度，因此可用于蛋制品的加工。

关键词：聚集、蛋清、凝胶、炖煨、茶多酚

  1. 介绍

蛋清固体主要由高价值蛋白质组成，如卵清蛋白、卵粘蛋白、溶菌酶、和卵转铁蛋白。通过改变温度，离子强度和PH蛋白可以形成不同的凝胶（Xue等人，2020; Yang等人，2019），这些凝胶在机械性能、凝胶结构和保水性具有不同的性质。特别是在热诱导蛋清凝胶形成过程中，显著的SH-SS蛋白质发生交换，形成高分子量复合物（Ondaamp;Hirose，2003），从而形成具有强刚性和抗压性的稳定凝胶结构。然而，煮蛋清的延展性很难增强它的凝胶强度。到目前为止，很少有研究人员对BEWG进行研究。

鸡蛋通常和茶一起用来准备食物，比如绿茶蛋糕和茶叶蛋。茶可以赋予鸡蛋或蛋制品抗氧化、抗菌的效果以及风味（Chen等人，2010年）。通过观察，我们发现，茶叶蛋经过长时间的炖煮后会变硬。这表明茶叶中的某些物质可以增强BEWG的凝胶强度。在我们的初步实验中，研究了茶叶中水溶性物质的主要成分选择处理BEWG，结果表明TP能显著提高BEWG的凝胶强度。TP是茶叶的主要成分，占茶叶干重的30%，并具有抗氧化、抗衰老、抗癌和抗炎特性（Han等人，2007).此外，TP也可能影响各种慢性疾病发病机制，促进人类健康；因此，TP受到消费者的青睐。而且，TP是它是中国的一种食品添加剂，在食品加工中的应用有很多研究。TP可用作乳清蛋白浓缩物的分散改性剂，少量TP的加入可以提高凝胶的硬度和粘附性（Babbar等人，2011年）。TP改性蛋清可降低鱼糜肌球蛋白重链的强度，通过交联鱼糜蛋白，从而提高鱼糜的凝胶强度（Zhou等人，2019年）。TP中的酚羟基能与明胶肽基发生反应，使明胶弹性增加（Wang等人，2011年）。

然而，大多数研究都直接集中在TP对蛋白质凝胶的性质进行了改性，并且关于TP对BEWG影响的研究很少。为了研究不同浓度TP对BEWG的影响，本研究讨论了低浓度（0.2g/100ml）、中浓度（0.7g/100ml）和高浓度（1.2g/100ml）的TP对BEWG凝胶强度的影响，基于BEWG的凝胶特性、微观结构和二级结构探讨TP在蛋制品凝胶加工中的作用。此外，本研究还可以丰富蛋白质凝胶理论体系以及为蛋白质的改性提供了一条新途径。

  1. 材料和方法

2.1材料

从中国南昌当地一家超市挑选新鲜鸡蛋（50-60克）并购买。TP（纯度ge; 97%）和溴化钾（KBr，光谱级）从上海麦克林生物化学有限公司（中国上海）获得。氯化钠（NaCl）、乙酸、盐酸（HCl）、乙醇、氢氧化钠（NaOH）是从天津达茂试剂有限公司（中国天津）获得。5′，5-二硫代二-（2-硝基苯甲酸）（DTNB），钠-8-苯胺基-1-萘磺酸盐（ANS）和考马斯亮蓝G250来自Aladdin（中国上海）。甘氨酸（Gly），乙二胺四乙酸酸（EDTA）、三（羟甲基）氨基甲烷（tris），2.5%戊二醛，PBS缓冲液（0.05 m，pH=7.2），和十二烷基硫酸钠-聚丙烯酰胺凝胶电泳（SDS-PAGE）样品制备试剂盒均带有低分子量标记（11–180 kDa），都来自Solarbio（中国北京）。BCA检测试剂盒从生物生物工程有限公司（中国上海）获得。

2.2凝胶制剂

鸡清洗并在沸水（100℃）中加热10分钟，然后剥皮。根据我们的初步研究条件（薛等人，2021年），每个鸡蛋添加到100毫升混合有0.2克（低浓度，L），0.7克（中等浓度，M），或1.2g（高浓度，H）茶多酚的水中，并在HH-6水浴壶（中国上海立忱邦西仪器技术有限公司）中100◦C炖制1.5、2、2.5和3小时；然后，对样品进行均质，在室温下进行进一步分析。每三个鸡蛋用于每次炖制时间和浓度（39个鸡蛋用于每个指示）。

2.3理化性质的测定

2.3.1pH值的测定

根据中国标准GB/T 5009.47-2003（中国，2003）测定pH值，步骤如下：选择三个煮鸡蛋并去除蛋黄；然后，用Joyong JYL-C012搅拌器（中永股份有限公司，中国济南）搅拌它们的BEWGs。每个样本都用蒸馏水（2:1，w/w）均质。总共取15 g混合物，用蒸馏水稀释体积至150 mL，并用双层纱布过滤样品。然后使用Lei磁PHS-25 pH仪器（杭州雷磁分析仪厂，杭州，中国）进行pH测定。

2.3.2可溶性蛋白质的测定

样品的可溶性蛋白质含量的测定按Xu等人（2018年）所述，并进行了一些修改。将1 g搅拌后的样品与9 mLPBS缓冲液（0.05 m，pH=7.2），使用T-18数字均质机（德国IKA公司，德国施陶芬）对混合物进行均质，9100times;g，持续2分钟。然后在TGL-20B型均质机（中国上海安科）中以7012times;g离心20分钟。将上清液稀释至适当浓度，并使用带有BCA分析配套元件的Thermo K3微孔板读取器（ThermoFisher Scientific，上海，中国）进行测量。

2.3.3低场核能磁共振的测定

遵循邵等人（2016）描述的方法和Yang等人（2016）进行了一些修改，弛豫时间（T2）由Niumag LF脉冲核磁共振分析仪（中国上海牛马股份有限公司）测定。T2曲线拟合通过使用T2–Carr–Purcell–Meiboom–鳃安装程序的多指数曲线，以及实验条件如下：样品重量=2克，回波数=220，重复采样间隔=1000.000毫秒，扫描重复次数=4次。

2.3.4游离巯基的测定

样品中的游离巯基含量按照贝弗里奇等人（1974年）描述使用Ellman试剂。样品使用PBS缓冲液（0.1 m，pH=8.0）进行十倍稀释，在均质和离心后，通过BCA方法测量所得上清液的蛋白浓度。将上清液样品（0.2 mL）用Tris–Gly缓冲液处理溶液（0.1 m Gly，4 mMEDTA，0.1 MTris，pH=8）稀释15倍，并与20micro;LEllman试剂（4 mg/mL DTNB溶解在Tris–Gly中）混合。然后，在40℃水浴中培养混合物40分钟，在412nm下用酶标仪测量。使用PBS缓冲液代替样品作为空白。样品中的游离巯基含量计算如下：micro;m SH/g pro=A412times;73.53times;D/C，其中A412=样品在412 nm处的吸光度，D=稀释系数（15.1），C=上清液的蛋白质浓度（mg/mL）。

2.4微观结构的测定

通过对Kaewmanee等人（2013）的方法进行一些修改，实使用Quanta-200F环境扫描电子显微镜（ESEM）（美国希尔斯伯勒FEI有限公司）观察样品的微观结构。简单地说，凝胶样品固定在2.5%戊二醛过夜，用PBS（0.05 m，pH=7.2）反复冲洗。之后，样品用一系列浓度的乙醇（60–100%）脱水30分钟，最后完全冷冻干燥。将冻干样品放置在样品台上，溅射镀金，并在低真空模式下放大2500times;观察。

2.5质构分析

质构由伯恩(1978)的方法确定。样品被切成asymp;0.5times;1times;1 cm3的长方体，并使用带有P/36R板探头的布鲁克菲尔德CT3仪器（马萨诸塞州米德尔伯勒布鲁克菲尔德，美国）。此外，试验条件如下：压缩比为60%，记录速度为2.0 mm/s，以及预录速度为5.0mm/s。

2.6疏水性的测定

使用进行一些修改后的Chang等人（2016）的方法对表面疏水性进行了检测。用PBS缓冲液将样品稀释10倍，并在均质和离心后使用BCA法测定所得上清液。然后，

用PBS缓冲液稀释将上清液的蛋白质浓度至0.3 mg/mL。然后，40micro;LANS溶液（用酒精溶解，1mM）加入2毫升样品中。使用日立F-7000荧光光谱仪（日本东京日立）记录表面疏水性。实验参数为：狭缝宽度5nm，发射波长485nm，激发波长485nm，380nm。

2.7SDS-PAGE

对Laemmli（1970）进行一些修改，采用SDS-PAGE法测定凝胶样品的蛋白质分子量分布。样品用Tris–HCl（10%，pH=8.8）稀释10倍，匀浆和离心后，与装载缓冲液混合，在沸水中加热浸泡3-5分钟。将样品添加到凝胶中（5%浓缩胶和10%分离胶），并在100 mV的浓缩胶和120mv的分离胶中用带有微型生物红垂直电泳装置（Bio-Rad Co.，Ltd.，Hercules，CA，美国）完成。最后，制备的电泳凝胶用考马斯亮蓝G250染色并用7.5%的醋酸和5%的乙醇褪色。

2.8傅里叶变换红外光谱（FTIR）分析

搅拌后的样品在冰箱温度minus;80◦C超低温下完全冻结和用LGJ-18B真空冷冻干燥机（北京亚泰科隆仪器技术有限公司，中国北京）冷冻干燥。之后，取冷冻干燥样品粉末（1 mg）混合KBr（100 mg）并压缩成薄膜，符合Yang等人（2019）的方法，并进行了一些修改。样品的FTIR分析使用 Thermo Nicolet iS 5 FTIR（Thermo Fisher Scientific，美国马萨诸塞州沃尔瑟姆市）400至4000cmminus;1范围内、25◦C、 以及分辨率为4cmminus;1的自动信号和在64次扫描中收集。酰胺的二级结构I蛋白质区域（1600-1700cmminus;1)是使用OMNIC软件处理的。

2.9统计分析

所有测量均进行了三次，但实际测量除外，进行了六次。使用Origin 8.5 software(Originlab Corporation,北安普顿,MA, 美国)。如下所示：指plusmn;标准偏差。邓肯多重射程测试采用单因素方差分析。二元和选择相关分析进行相关分析数据使用SPSS Statistics 19.0软件（IBM、芝加哥、伊利诺伊州，美国）。表达了p值lt;0.05的差异同样重要。

  1. 结果和讨论

3.1与茶多酚炖制对BEWG的理化特性的影响

图1与茶多酚炖制对BEWG的理化特性的影响；（a）pH，（b）溶液蛋白质含量，（c）T2，（d）游离巯基含量

理化特性是蛋白质最基本的特性，在蛋白质凝胶化过程中起着重要作用。理化特性可以直接或间接影响功能特性从而改变蛋白质的凝胶结构。图1a显示了用TP炖对BEWGpH值的影响。在炖制过程中，L、M和H的pH值呈总体下降趋势（plt;0.05），TP浓度越高，pH值越低。pH值的降低，这与TP含有许多酚类物质和羧基有关。这可能是因为与TP的炖煮溶液是酸性的（pH值为5.28–6.27），TP中的酚和羧基进入凝胶中，降低BEWG的pH值。此外，羧基可能与蛋白质中氨基酸的氨基反应（Hu，2008），如赖氨酸和精氨酸，导致BEWG的氨基数目和pH值的减少。一般来说，当蛋白质的pH值高于PI（pH=4.5），pH值降低会导致蛋白质净电荷减少，并且促进蛋白质聚集。

如图1b所示，L、M、H的可溶性蛋白质含量总体呈上升趋势（plt;0.05），这表明添加TP可以改变蛋白质的结构，从而对可溶性蛋白质含量产生重要影响。总的来说，高可溶性蛋白质含量有利于蛋白质功能化（Jia等人，2019年）。蛋白质溶解度主要是由蛋白质分子之间的静电斥力和疏水相互作用决定。当静电斥力大于疏水相互作用时，蛋白质的溶解度更高（Mohan等人，2007）。因为L、M和H的pH值大于主要蛋白质（卵清蛋白）的PI，而pH值降低会导致降低蛋白质的静电排斥作用，可溶性蛋白质含量的增加可能是是由于蛋白质疏水相互作用的降低。

T2已被广泛用于评估分布在凝胶系统中不同基团的水分子在水中的迁移（肖等人，2020年）。T2值越小，蛋白质与水的结合能力越强，蛋白质与水的结合越紧密。如图1c所示，T2曲线仅包含两个独立的峰，分别位于0.3-3毫秒和20-200毫秒时，命名为T21（结合水）和T22（固定水）。它表明经TP处理后水与BEWG中的蛋白质分子紧密结合，以及蛋白质结构稳定。其中，固定水在凝胶系统中占主导地位，这表明水分子在3D网络中被捕获。添加TP后，T21中的L、M和H基本保持不变。

有趣的是，在我们之前的研究（薛等人，2020年）中发现在纯热处理下，BEWG的T2含量增加（没有添加TP）。然而，除了L的T22峰朝着长时间放松的方向移动，M和H在短弛豫时间方向上移动。也就是说，高浓度的TP可以增强BEWG的水结合能力。当TP浓度低时，溶液的渗透压也很低，导致一些水进入凝胶，增加凝胶松弛时间。而随着溶液的TP浓度和渗透压增长的过程中，防止液态水进入凝胶。此外，TP具有很强的极性，并且TP具有亲水性基团和蛋白质亲脂性基团通过氢键形成稳定的凝胶结构（Hayamp;Oppenheim，1974）。TP和蛋白质结合后，凝胶通过氢键吸收水

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