eCO2对盐沼系统植物根系和周围土壤微生物群落的改变外文翻译资料

 2022-11-22 16:28:03

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eCO2对盐沼系统植物根系和周围土壤微生物群落的改变

摘要:本研究使用TRFLP和实时定量PCR,旨在探讨高含量CO2(eCO2)对盐碱地盐藻系统(包括盐碱植物碱蓬)中细菌,真菌,古细菌和硫酸盐还原菌的影响。此外,它还旨在通过分别分析根际土和土壤土来评估eCO2在植物​​相互作用方面的作用。我们观察到基因丰度和群落结构受eCO2影响,根际和土壤群落表现出不同的反应。根际微生物对eCO2反应比周围土壤微生物更强。结果还表明,硫酸盐还原菌(SRB)群落比一般细菌群落对eCO2更敏感。此外,研究结果表明,当暴露于eCO2时,细菌和古细菌竞争激烈,这导致细菌优于古细菌或细菌和古细菌共存在不同的微生态位存在方式不同。总体而言,eCO2引起盐沼中盐生植物微生物群落的强烈变化,但微生物群落的整体功能活动并未因我们系统中细菌,真菌和古菌群落的不同反应模式而改变或影响平衡。

关键词:二氧化碳升高、盐沼、微生物群落、盐生植物、根际、散装土壤

1.前言

由于大气中二氧化碳的浓度已经被预估将会显著增加,因此已经进行了许多对二氧化碳(eCO2)升高对生态系统多个方面影响的研究(Bachman等,2010; Mayr等,1999; Stock and Midgley 1995)。 尽管最初的研究主要集中在植物和土壤化学对eCO2的反应(AbdElgawada等人,2015; Langley Megonigal 2010;Lindroth,2010;佩里,2012),eCO2对生态系统微生物的影响近来受到越来越多的关注(Freeman等,2004;Hayden等,2012; Lipson等,2014; 周等人,2011),因为微生物在生态系统的生物地球化学循环中起着关键作用。
盐沼系统是一个非常丰富的生态系统,系统中有动态营养循环。因此,许多研究人员对eCO2影响盐沼的方式表现出浓厚的兴趣(Drake,2014; Erickson等,2013; Pastore等,2016)。然而,关于盐沼中微生物的报道数量与其他生态系统相比依然较小。因此,对于盐沼微生物群落对CO2升高的响应很少被研究(Weber等,2011)。特别是,关于盐沼中真菌和古菌群落的信息非常少。(Nelson等,2009; Torzilli等,2006)。真菌群落是分解难分解有机物质的核心贡献者,古细菌群落在近来研究中也被发现在各种生态系统的生物地球化学中发挥相当的作用,包括盐沼(Seyler等,2014)。因此,要清楚地了解在eCO2下营养循环的动态,有必要调查微生物的反应,包括古菌和真菌群落。
就微生物组成而言,据报道,盐沼系统中硫酸盐还原菌(SRB)的比例比其他生态系统要高(Klepac-Ceraj等,2004)。就微生物的活性而言,硫酸盐还原被认为是盐沼中有机物质降解的关键过程之一(Holmer and Storkholm,2001),它还可以对湿地的厌氧碳矿化贡献高达50%。 然而,eCO2影响SRB群落的方式尚未得到很好的解决。 因此,调查eCO2影响盐沼系统中SRB的丰度以及分布的方式将会有所帮助。 据此,可以帮助了解微生物对eCO2的整体反应。
由于来自植物的固定碳源是微生物活动的主要营养来源,植物的存在和种类可能会影响eCO2对微生物的影响(Lee et al。,2015)。在盐沼中,耐盐碱盐生植物是典型的植物生物群落。 碱蓬是代表性盐生植物之一,分布在东亚地区的沿海地区。它们在保护沿海地区免受由于气候变化引起的海平面上升而侵蚀方面发挥核心作用,也维持沿海地区生态系统功能的稳定,它们的生态状况和分布被视为盐沼正常度的指标之一。已知盐生植物的耐盐性与根际微生物有关(Rodriguez等,2008)。根际被称为植物与微生物之间的相互作用的热点部位(Marschner et al。,2011)并且据报道,根际和周围土壤的微生物群落不同(Grover等,2015)eCO2可以改变根际群微生物群落的功能种群,如固氮细菌(Xu等人,2013)。因此,分别对eCO2对根际和周围土壤中的微生物的影响进行调查也是至关重要的。
在这项研究中,我们用TRFLP(末端限制性片段长度多态性)和实时qPCR(定量聚合酶连锁反应)研究了在有盐生植物碱蓬生长的盐沼系统中二氧化碳浓度升高对微生物群落的影响 - 包括细菌,真菌,古细菌和硫酸盐还原菌。
2.材料和方法
2.1盐沼系统的缩影和取样

采样在位于Hwangsando的盐沼地进行,这里的碱蓬为优势物种。用PVC盆(直径:6厘米)收集完整的土壤样品。样品被运输到实验室并分配到盆中在生长培养室中培育。生长室在两个CO2浓度条件下运行 - 目前大气环境条件下为380 ppm,二氧化碳升高的条件下为760 ppm。每个培养室放入四十个盆。人造海水(30m; Sigma,St.Louis,MO,USA)每三天一次提供给每个盆以防止沉淀物干燥。湿度维持在65%,温度在培育期间保持12-20℃,持续48天,并对两个处理表面土壤(0-2厘米)和根际土壤(4-6厘米)以两周为间隔都进行了所有测量(从开始培育起第0天,8天,22天,36天,48天)。表面散装土壤样品通过无菌铲收集,植物根部粘附的根际土壤用手用力晃动去除。

2.2物理化学因素和微生物活性的测量

使用pH计(Orion 3Star,热科学)在泥浆中测量土壤pH(土壤与蒸馏水的比例为1:10)。土壤含水量测定为在105℃下干燥过夜后的重量损失。通过0.2mm过滤器过滤土壤浆液提取溶解性有机碳(DOC),然后用TOC分析仪(TOC-VCPH,Shimadzu)定量测量。测定beta;-葡萄糖苷酶,N-乙酰氨基葡糖苷酶和氨肽酶的细胞外酶活性以评估样品中的一般微生物活性。我们使用methylumbelliferyl或methlycoumarin化合物作为模型底物(Hoppe,1993; Kang和Freeman,1999)。

图1.土壤的理化因子(a)氨肽酶(b)beta;-葡糖苷酶(c)N-乙酰氨基葡糖苷酶(d)DOC。用不同的字母标注的值是由ANOVA分析有显着差异(plt;0.05)。

2.3.土壤微生物群落分子分析

2.3.1. DNA提取和TRFLP

为了测量生物地球化学参数而收集的土壤样品也用于DNA提取。从每个土壤样品中取约0.5克,使用超净土壤DNA分离试剂盒(MoBio,USA)分离每个土壤样品的DNA。脱氧核糖核酸样品用荧光标记的正向引物27F(5rsquo;- [6FAM]-AGAGTTTGATCCTGGCTCAG-3rsquo;)和未标记的反向引物927R(5rsquo;-CCGTCAATTCCTTTRAGTTT-3rsquo;)使用PCR技术对其增殖,其靶向细菌16S核糖核酸。(Lane,1991)。对于真菌群落,使用荧光标记的正向引物ITS1F(5rsquo;- [HEX] -CTTGGTCATTTAGAGGAAGTAA-3rsquo;)和未标记的反向引物PIC4(SEQ ID NO: 5rsquo;-TCCTCCGCTTATTGATATGC-3rsquo;),其靶向真菌rRNA基因的内转录间隔区(ITS)区域(White等人,1990; Gardes和Bruns,1993)。对于古细菌群落,使用未标记的正向引物Arch109F(5rsquo;-AC(G / T)GCTCAGTAACACGT-3rsquo;)和荧光标记的反向引物Arch915R(5rsquo;- [NED] -GTGCTCCCCCGCCAATTCCT-3rsquo;),其靶向古细菌16S rRNA基因(Groszlig;kopf等,1998;斯塔尔和阿曼,1991)。对于硫酸盐还原细菌群落,使用荧光标记的正向引物DSR1F(5rsquo;-AC(G/C)CACTGGAAGCACG-3rsquo;)和未标记的反向引物DSR4R(5rsquo;-GTGTAGCAGTTACCGCA-3rsquo;)进行PCR,所述反向引物靶向编码dsrAB基因用于异化亚硫酸盐还原酶(Wagner等,1998)。每个PCR反应用总体积为50mu;l的反应混合物进行包含约100ng模板DNA,PCR缓冲液(50mM KCl,1.5mM MgCl 2,20mM Tris-HCl [pH 8.4],0.1%Triton X-100),200mM dNTP,2.0U Taq聚合酶(Promega,USA) ,4mg牛血清白蛋白(Sigma,USA)和25pmol每种引物。使用MJ Research热循环仪PTC100(MJ Research,Waltham,MA)用以下程序进行所有PCR:94℃5分钟,然后是35个循环的94℃1分钟,50℃(对于细菌和真菌),52℃(用于古细菌)或54℃(用于SRB)和72℃1分钟30秒,最后延伸步骤在72℃10分钟。为了最小化由于DNA和PCR偏倚的分布造成的误差,从每个DNA样品进行进一步的分割,并对每个样品进行两次独立的PCR反应并合并。对于TRFLP分析,使用NucleoSpin1 Extract II PCR清洁凝胶提取试剂盒(MACHERY-NAGEL GmbH&Co.KG,Duuml;ren,德国)根据制造商的说明净化汇集的PCR产物。将大约300纳克纯化PCR产物加入反应混合物(终体积25ml),含有10U限制性内切酶HhaI(Promega,麦迪逊,WI)(用于细菌16S rRNA和真菌ITS),TaqI(用于古细菌16S rRNA基因)或Sau3AI(用于SRB)并在37℃培育(除了古细菌为65℃)4小时。消化物用SigmaSpin反应纯化柱(Sigma,USA)脱盐,然后将等分试样(1ml)用于TRFLP分析。终端片段大小分析使用配备GeneScan软件的(Applied Biosystems)ABI 3730 DNA分析仪进行。使用50个相对荧光单位的最小峰高阈值通过峰面积积分对限制性片段(TRF)进行量化。我们排除大小小于35个碱基的TRF,并计算每个样品中每个TRF的比例。 TRF的比例小于0.1%的被排除不参与后续分析。在每个微生物TRFLP图谱中占主导地位的TRF通过计算机分析数据库中每个基因出现的序列推断。

2.3.2.实时定量PCR


为了估计细菌,真菌,古菌,SRB生物量,我们使用CFX96(Bio-Rad,Hercules,CA)和SYBRGreen作为检测系统(Bio-Rad,USA)进行qPCR。每次反应20微升包含各组细菌的特定引物组:341F(CCTACGGGAGGCAGCAG)-515R(ATTCCGCGGCTGGCA)(Lane,1991);真菌:ITS1F-ITS4引物对;对于古细菌:Arch349F(5-G(C / T)GCA(G / C)CAG(G / T)CG(A / C)GAA(A / T)-3) - Arch806R(5-GGACTAC(A / C / G)(G / C)GGGTATCTAAT-3)(Takai和Horikoshi,2000);对于SRB:DSR1F(AC(G / C)CACTGGAAGCACG) - DSR-R(GTGG(A / C)(A / G)CCGTGCA(G / T)(A / G)TTGG)(Wagner等,1998; Kondo等人,2004)。扩增遵循三步所有目标基因的PCR:在94℃变性40个循环25秒,50℃引物退火(对于细菌和真菌),52℃(对于古细菌),或54℃(用于SRB)25秒,并在72℃延伸25秒。每个土壤DNA提取物进行两个独立的实时PCR分析。标准曲线使用10倍含有细菌16S rRNA基因的稀释系列质粒创建,对于细菌,真菌,古菌和SRB群落的环境样品,分别是真菌ITS区,古细菌16S rRNA基因和dsrAB基因。

图2.实时定量PCR检测微生物群落的丰度。(a)细菌(b)真菌(c)古细菌(d)硫酸盐还原菌。用不同字母标注的值是ANOVA发现有显着差异(plt;0.05)。(bulk_380ppm:在环境CO2浓度(380ppm)下孵育的块状土壤样品,bulk_760ppm:块状土壤在升高的CO 2浓度(760ppm)下孵育的样品,rhizo_380ppm:在环境CO 2浓度(380ppm)下孵育的根际土壤样品,rhizo_760ppm:在升高的CO2浓度(760ppm)下培养的根际土壤样品)


2.4.数据分析
用作物理化学分析和实时qPCR的结果以及核糖体型数目采用SPSS 18.00(SPSS软件,Inc.,USA)进行ANOVA分析。显著性水平设置为plt;0.05。我们使用多变量方法分析了TRFLP配置文件,如非度量多维缩放(NMS)。 PC-ORD,v6.0(MjM软件,俄勒冈州,美国)分别用于NMS和RDA。

图3.通过TRFLP图谱检索的微生物群落的多样性。(a)细菌(b)真菌(c)古细菌(d)硫酸盐还原菌。用不同的字母标注的值通过ANOVA发现有显着差异(plt;0.05)。(bulk_380ppm:在环境CO2浓度(380ppm)下孵育的散装土壤样品,bulk_760 ppm:散装在升高的CO 2浓度(760ppm)下培养的土壤样品,rhizo_380ppm:在环境CO 2浓度(380ppm)下温育的根际土壤样品,rhizo_760ppm:在升高的CO2浓度(760ppm)下温育的根际土壤样品)。

图4.微生物群落的TRFLP图谱的NMS分析图。(a)细菌(b)真菌(c)古细菌(d)硫酸盐还原菌。缩写表示CO2浓度(环境(a)或升高(e)),土壤类型(体积(B)或根际(R))和孵育时间。(例如aCO2_B_8d表示在环境CO2下温育的散装土壤样品浓度(380ppm)8天)。

图5.微生物群落中TRF的比例。(a)细菌(b)真菌(c)古细菌(d)硫酸盐还原菌。写表示CO2浓度(环境(a)或升高(e))和土壤类型(本体(B)或根际(R))(例如,aCO2-B表示在环境CO2浓度(380ppm)下温育的块状土壤样品)。


3.结果与讨论
我们的结果表明,eCO2同时增加根际和周围

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